乳酸含量检测指南（科研）：检测方法选择、WST-8比色原理、样本处理、标准曲线与故障排查
乳酸（Lactate）是代谢研究中高频使用的指标之一，常用于评估无氧代谢增强、能量代谢变化、细胞代谢重编程等科研现象。 这篇指南的目标是：让你拿到样本就能把实验做对——从选方法、配标曲、上板读数，到计算与排查问题，一页讲清。
一分钟速查
- 推荐方案：WST-8 比色法（LDH体系），450 nm读数，适合96孔板高通量
- 检测范围：0.03–2 mM（建议通过稀释让样本读数落在线性范围内）
- 适用样本：血清/血浆、动物组织/细胞样本、植物组织、尿液及其他生物液体
- 典型流程：配标曲 → 配工作液（现配现用）→ 加样 →37℃避光孵育约30 min → 读板 → 计算
- 样本保存：不立即检测可-80℃保存（建议不超过1个月），尽量减少反复冻融
- 试剂保存：-20℃避光保存（以各组分标签/说明书为准）
产品入口：乳酸检测试剂盒
1）乳酸怎么测：常见方法怎么选（科研场景）
乳酸检测常见路线包括比色法、荧光法、传感器/电极法，以及色谱/质谱等。
怎么选更省事？你只需要回答3个问题：
- 样本是什么（血清/组织/细胞/培养液/植物/尿液）？
- 样本量多不多（要不要96孔板高通量）？
- 浓度大概在哪个范围（是否需要更高灵敏度）？
经验建议：
- 样本多、追求快、希望一次跑一板→ 优先选择比色法（450 nm）
- 样本含量很低、希望更高灵敏度 → 可考虑荧光法或更高灵敏方案
- 要做代谢组、多指标联合或绝对定量要求极高 → 可考虑LC/GC-MS
2）WST-8比色法乳酸检测原理：为什么能在450 nm读数？
WST-8微量比色法通常基于乳酸脱氢酶（LDH）体系：
- LDH催化：L-乳酸 → 丙酮酸，同时NAD⁺ → NADH
- 递氢反应：NADH在递氢体系作用下与WST-8 反应
- 显色读数：生成黄色可溶性产物，在450 nm 测吸光度
- 线性关系：吸光度（扣空白后的ΔA）与乳酸浓度在一定范围内呈线性相关
这一体系的优点是：步骤少、适配96孔板、读数直观，适合大批量样本的科研检测。
3）样本处理：决定“准不准、稳不稳”的关键
产品支持的样本类型广，但不同样本的“坑位”不同。建议把下面三条当成默认动作：
1. 每个样本至少做2个稀释度
很多“测不准/重复性差”，本质原因是：样本浓度超范围或基质干扰。
做2个稀释度（例如 1× 和 5× / 10×）可以快速判断：
- 是否超出标准曲线线性区
- 是否存在明显基质背景
- 是否需要去蛋白/超滤
2. 建议设置的孔
- 空白孔：Buffer + 工作液（用于扣体系背景）
- 标准孔：建立标准曲线
- 样本孔：建议至少重复孔（duplicate）
- 背景孔（可选但很有用）：用于扣除样本自身带来的背景（尤其是组织/细胞提取物）
3. 这些情况建议优先考虑去蛋白/超滤
- 样本颜色深/底色明显（部分植物组织、组织匀浆等）
- 背景偏高（怀疑NADH/NADPH或样本基质干扰）
- 样本中含较多蛋白或酶，担心影响反应体系或导致乳酸变化
4）不同样本怎么做：可直接照抄的处理思路
下面是常见“稳妥路线”，你们可以按实验体系微调：
- 血清/血浆/尿液/一般体液：多数情况下可直接检测；建议做稀释梯度，确保在线性区
- 细胞/细菌样本：PBS清洗 → Buffer裂解/超声 → 低温离心取上清；背景高时加做背景孔/净化
- 动物组织样本：冰浴匀浆 → 低温离心取上清；必要时去蛋白/超滤
- 植物组织样本：更容易出现底色/多酚等干扰，建议更重视净化与背景扣除
5）标准曲线怎么配：0.03–2 mM（关键长尾点）
标准曲线往往是“最容易翻车、也最影响准确度”的环节。建议每次实验同步做标曲（尤其是基质复杂样本）。
1. 标准品与梯度范围
该微量法的标准曲线范围覆盖0.03–2 mM。建议用1:2梯度稀释覆盖完整范围，并用Buffer作空白。
2. 一步一步配标曲
- 先由100 mM标准品配出2 mM标准储备液（常见做法：20 μL标准品 + 980 μL Buffer）
- 再做 1:2 梯度稀释：2 → 1 → 0.5 → 0.25 → 0.125 → 0.0625 → 0.03125 mM
Buffer 作为 0 mM 空白
6）96孔板实验流程：30分钟读板版本
这是一个典型的96孔板微量流程（以说明书体系为准）：
- 仪器预热：酶标仪预热，设置波长450 nm
- 配工作液：按说明书配制工作液，建议现配现用
- 实操技巧：按“比实际孔数多10%”的量配，避免最后几孔临时补配导致批次差
- 上样反应体系：
- 标准孔：标准溶液 + 工作液
- 样本孔：样本 + 工作液
- 孵育：混匀后37℃避光孵育约30 min
- 读板：450 nm读取吸光度，记录空白/标准/样本数据
7）结果计算：ΔA、标准曲线、稀释倍数与归一化
1. 先扣空白得到ΔA
- ΔA标准 = A标准 − A空白
- ΔA样本 = A样本 − A空白
2. 用标准曲线求样本浓度
以“标准浓度”为y轴，“ΔA标准”为x轴拟合（常用线性拟合），将ΔA样本代入方程得到样本浓度 C。
3. 别忘了乘稀释倍数
如果样本稀释了 n 倍：最终浓度 = C × n
4. 组织/细胞样本建议做归一化
为了不同样本可比，建议提前选定统一口径输出：
- 按体积（mM）
- 按组织质量
- 按细胞数
- 按蛋白量（很多实验室更偏好这个口径）
8）故障排查：A值异常（过高/过低/背景大）怎么处理？
建议你们做成“现象-原因-动作”表格，用户收藏率高，也更容易覆盖问题型长尾词。
| 现象 | 常见原因 | 处理建议 |
|---|---|---|
| ΔA过高/接近饱和 | 样本浓度太高，超出线性区 | 增加稀释倍数，回到标曲范围内 |
| ΔA过低 | 浓度低/上样量不足/体系误差 | 增加样本量或降低稀释倍数；核对配液与孵育条件 |
| 背景偏大 | NADH/NADPH、样本底色、基质干扰 | 设置背景孔扣除；必要时去蛋白/超滤 |
| 重复性差 | 配液不一致/计时不一致/边缘孔效应 | 工作液一次配齐留余量；统一计时；必要时避免边缘孔 |
9）FAQ
Q1：需要做预实验吗？
建议做。用2–3个预期差异大的样本先跑一板，快速确定稀释倍数与线性区。
Q2：必须用酶标仪吗？
多数比色体系可兼容分光光度计，但需要按比色皿体系调整反应体积/比例（以说明书为准）。
Q3：标准曲线要每次都做吗？
建议每次都做，尤其是样本基质复杂时，标曲同步能显著提高可信度。
Q4：产品是否用于临床？
仅供科研使用，不用于人类或临床诊断。
