组织/细胞/植物/尿液样本前处理与去蛋白建议（乳酸检测试剂盒）
本文是《乳酸含量检测应用指南（科研）》系列之一， 完整流程见：乳酸含量检测应用指南（科研）
说明书已经给了一个“通用版”样本制备流程，但实际做实验时，不同样本的“脾气”差别挺大：
有的容易带 LDH 背景，有的颜色深、有多酚，有的又特别清亮。
这篇就按样本类型，把说明书里的要点 + 实验室常用的“稳妥做法”整理一下，方便你直接照抄。
01 先抄一遍总原则：什么时候要想到“去蛋白 / 背景孔”
说明书里有一句很关键的话：
- 推荐用新鲜样本；不立即做，可在 -80℃ 保存 1 个月；
- 细胞或组织提取物中的 NADH / NADPH 会带来背景：
- 可以做一份“无 LDH 的平行反应”，再用“乳酸孔 − 背景孔”的方式扣除；
- 含有内源性 LDH（如细胞培养液、细胞或组织裂解液）的样品：
- 推荐用10 kDa 超滤管（12000 g，4℃，10 min）去除蛋白，取滤液来测乳酸。
所以，凡是这几类样本，你脑子里先亮两个词就够了：
NADH/NADPH 背景 & 内源性 LDH
有这两类问题，才值得考虑：
- 做“背景孔”（不加 LDH）；
- 或做“去蛋白 / 超滤”，把大分子酶先清出去。
02 动物 / 植物组织样本：冰浴匀浆是基础，去蛋白看需求
说明书给的组织操作路线是：
称取约0.1 g 动植物组织 → 加 1 mL Lactate Assay Buffer → 冰浴匀浆 → 12000 g，4℃，5 min → 取上清，冰上待测。
你可以按这个做一个“基本版 SOP”：
- 称重：
- 一般取 0.1 g 左右组织，加 1 mL Assay Buffer，方便后续按“每克组织”的方式归一化。
- 匀浆：
- 全程放冰上；
- 匀浆器、研钵尽量预冷，避免局部升温带来额外代谢。
- 离心：
- 12000 g，4℃，5 min；
- 取上清，置冰上，准备上板。
要不要去蛋白 / 超滤？
说明书提到：含 LDH 的样本（细胞或组织裂解液等），建议通过 10 kDa 超滤去蛋白。
你可以这么判断：
只做一次性终点测定，组织本身 LDH 不是特别强势
→ 可以先不去蛋白，直接用上清做预实验，看曲线和背景情况。
组织本身代谢很活跃（如肝脏、肌肉），或者你发现同一组织不同批次背景差异很大
→ 建议考虑超滤一版，对比有无去蛋白的效果，再决定正式实验走哪条路。
如果你选超滤路线，可以这样操作（简版）：
- 把上清转入 10 kDa 超滤管；
- 12000 g，4℃，10 min；
- 取滤液（小分子）作为检测样本，按需要稀释上板；
- 记录一下超滤前后体积，用于后续换算。
03 细胞 / 细菌样本：PBS 洗干净，裂解后再决定要不要超滤
说明书的细胞 / 细菌处理步骤是很清楚的：
- 收集5×10⁶ 个细胞；
- 用预冷 PBS 清洗 → 800 g 离心 2 min → 弃上清；
- 加入1 mL Lactate Assay Buffer；
- 冰浴超声 5 min（20% 或 200 W，超 3 s、停 7 s，重复 30 次）；
- 12000 g，4℃，5 min，取上清，冰上待测。
这个流程基本可以照抄。几个细节可以稍微注意：
- PBS 一定要预冷，防止洗的过程里代谢太活跃；
- 超声要控制“3 s 开 / 7 s 关”的节奏，不要一直怼着超，免得发热；
- 细胞数可以根据你项目情况略微上下调整，只要注意后续归一化时除以细胞数即可。
细胞样本：什么时候要去蛋白 / 做背景孔？
因为细胞裂解液里自带各种酶（包括 LDH），又可能有一定量 NADH/NADPH，说明书才特别写了两条：
- 背景孔法：
- 同样数量的样本，在没有 LDH 的条件下做一份反应；
- 最后用“乳酸孔读数 − 背景孔读数”，去掉 NADH/NADPH 带来的信号。
- 超滤去蛋白法：
- 用 10 kDa 超滤管把蛋白（包括内源性 LDH）滤掉；
- 取滤液测乳酸，减少“样本自己还在动”的变量。
实战经验上，你可以这样选：
如果你更在意“操作简单、节奏快”
→ 优先做背景孔：同一板上多占一列孔，但不多一个前处理步骤。
如果你更在意“尽可能减少酶活变化、方便存放滤液重复测”
→ 可以走超滤路线，把蛋白先清掉，滤液 -80℃ 保存一阵也相对安心。
如果你实验量不算太大，也可以做个对比：
同一批细胞，用“直接上清”和“超滤后滤液”各跑一板，看哪条线性更好、重复性更稳，之后就固定一条路线。
04 植物组织样本：操作类似组织，但要额外防“底色和多酚”
说明书里把“动植物组织”放在一起处理：0.1 g 组织 + 1 mL Buffer，冰浴匀浆，12000 g，4℃，5 min，取上清。
对植物来说，这只是“基础版”，你在此基础上多注意两点：
- 色素 / 多酚带来的底色
- 叶片、果实等样本里，色素、多酚类物质比较多；
- 它们有时会在 450 nm 附近带来一定吸光度，或者参与电子转移，让背景偏高。
- 泥沙 / 纤维残留
- 植物匀浆后纤维多，建议离心后，好好看一下上清是否还混浊；
- 必要时可以再 12000 g，4℃ 多离心一次，甚至用 0.22 μm 滤膜简单过滤一下。
植物样本的 “稳妥套路”
可以给自己定一个简单的流程：
- 按“动植物组织”流程做一次基础前处理；
- 预实验时，给植物样本做一列**“样本 + 工作液，但不加 LDH”** 的背景孔（只要板位够用）；
- 如果发现背景确实不低，就在正式实验里保留背景孔扣除；
- 若仍觉得干扰较大，再考虑改善匀浆、离心、过滤，或适当提高稀释倍数。
05 尿液样本：多数情况可直接测，但记得做稀释梯度
说明书在样本一栏写得很干脆：
“血浆和血清（其他生物体液）：直接检测。”
尿液基本被归在“其他生物体液”里，可以参照血清/血浆那套思路：
- 采集
- 建议记录一下采集时间（晨尿/随机尿）、是否空腹等，方便后面解读数据；
- 简单处理
- 一般先 3000 g 左右离心 5–10 min，去掉明显沉淀；
- 取上清作为检测样本。
- 保存
- 当天即可做的，建议冰上短暂放置后直接上板；
- 来不及做的，分装后 -80℃，参考说明书给的“1 个月”保存建议。
- 稀释梯度预实验
- 选几个尿液样本做原液、2×、5× 稀释，跑一板看 ΔA 大致位置；
- 正式实验时按最稳妥的倍数走（大多数情况下会需要一定稀释）。
如果尿液颜色异常深（比如严重浓缩、血尿、胆红素高），建议：
- 做背景孔（无 LDH）；
- 结果分析时单独标注，必要时排除极端样本。
06 去蛋白 / 超滤 & 背景孔：到底什么时候该上？
再把说明书那几条话翻译成人话：
- NADH/NADPH 背景：
- 细胞、组织提取物往往带有这类还原性物质，会让“空白孔也发黄”；
- 做一份“无 LDH 的平行孔”可以把这块信号测出来，再从乳酸孔里扣掉。
- 内源性 LDH：
- 只要样本里有活性 LDH（细胞培养液、细胞裂解液、组织匀浆），乳酸就有可能在你操作的这段时间继续被降解；
- 通过10 kDa 超滤去蛋白，可以把这些酶基本清干净，减轻这部分变量。
所以你可以给自己定一个简单的“触发条件”：
- 做细胞 / 组织 / 植物 时：
- 至少加背景孔；
- 如果发现批间差大，或者想储存样本重复测，就尽量做一次超滤。
- 做尿液 时：
- 颜色明显、复杂度高的样本建议加背景孔；
- 普通清亮样本，多数情况下不强制去蛋白。
07 一篇话说完：不同样本的“可照抄版流程”
你可以把这几条写进内部 SOP：
- 动物 / 植物组织
- 0.1 g 组织 + 1 mL Assay Buffer → 冰浴匀浆 → 12000 g，4℃，5 min → 上清待测；
- 视需要选用 10 kDa 超滤去蛋白，配背景孔。
- 细胞 / 细菌
- 5×10⁶ 细胞 → 预冷 PBS 洗 → 800 g，2 min → 加 1 mL Assay Buffer → 冰浴超声 5 min（3 s/7 s ×30 次） → 12000 g，4℃，5 min → 上清待测；
- 尽量做背景孔，有条件可超滤去蛋白。
- 植物组织
- 基础操作同“动植物组织”流程；
- 重点看：色素、多酚带来的底色，必要时加背景孔、加强离心/过滤。
- 尿液 / 其他体液
- 离心去沉淀 → 直接检测；
- 做稀释梯度预实验，确认落在线性区。
