血清/血浆乳酸检测注意事项与保存建议（WST-8微量比色法）

本文是《乳酸含量检测应用指南（科研）》系列之一， 完整流程请见：乳酸含量检测应用指南（科研）

乳酸最常见的样本之一就是血清/血浆。 好处是：基质相对干净，说明书也直接写了四个字——“直接检测”。

但真到动手时，如果采血、离心、保存这些环节没处理好，乳酸会一路“自己在体外继续变化”，最后板上读到的，未必就是你想要的那一刻的水平。

这篇就专门聊血清/血浆：怎么采、怎么存、上板前要看什么。

01 适用范围：这篇文章在解决什么问题？

先把边界说清楚：

• 样本类型：血清、血浆及类似生物体液
• 检测方法：CheKine™ 乳酸含量检测试剂盒（微量法），WST-8 比色，450 nm 读数
• 试剂体积：每孔样本 50 μL + Working Reagent 50 μL，96 孔板操作

说明书给的原则很简单：

“血浆和血清（其他生物体液）：直接检测。”

在这个基础上，我们补全“采血到上板”中间这段路。

02 从采血到分离：血清 / 血浆的推荐流程

2.1 选什么管？

科研场景里，一般有两种情况：

• 血清：不加抗凝剂，常规促凝管
• 血浆：加抗凝剂（常见如肝素、EDTA、柠檬酸盐）

只要抗凝剂本身不含强还原剂或显色物，一般都可以用于本试剂盒（说明书未禁止）。关键是同一项目里保持前处理一致，避免“血清 + 血浆混用”带来基线差异。

2.2 采血后别拖太久

乳酸和葡萄糖都还在持续代谢，如果久放不分离，浓度会慢慢跑偏。建议：

• 采血后尽量在 30–60 min 内完成离心分离；
• 全程放在冰盒上或 4℃ 冰箱里过渡，避免在室温放太久。

2.3 离心条件

说明书对血清/血浆只写了“直接检测”，没强制指定 g 值；但整体流程图里对样本统一给了一个“12000 g，4℃离心 5 min，取上清置冰上待测”的步骤，用来去除沉淀和杂质。

实操上可以这么做：

• 首次分离血清/血浆时，按你们常规临床/动物实验的离心条件（如 1500–3000 g，10–15 min，室温或 4℃）分离；
• 真要上板前，如果发现样本有明显絮状物/浑浊，可再12000 g，4℃，5 min 快速离心一次，取澄清上清，用来做乳酸检测。

03 保存策略：新鲜优先，-80℃ 是底线

说明书给了一个总体原则：

“推荐使用新鲜样本，如果不立即进行实验，样本可在 -80℃ 保存 1 个月。”

3.1 能当天做，就别拖到明天

• 最稳的做法：采血 → 分离 → 冰上 → 当天上板；
• 同一批实验最好在一次配板里完成，降低批间差。

3.2 确实来不及：-80℃ 分装保存

如果当天做不完：

1. 分离出血清/血浆后
2. 按每次预估用量分装成小管（比如每管 100–200 μL）；
3. 立即放入 -80℃ 冰箱，标好时间和批次；
4. 说明书建议的保存期限是1 个月，尽量在这个时间窗口内完成检测。

为什么要分装？

• 避免反复冻融，乳酸和其他代谢物来回折腾，数据会飘。

04 解冻 & 上板前，要做的几件小事

4.1 如何解冻？

• 从 -80℃ 拿出分装管，放在冰上或 4℃ 缓慢解冻；
• 充分解冻后，轻轻颠倒混匀，不要剧烈涡旋起泡。

4.2 快速检查样本状态

上板之前看三件事：

1. 颜色：
• 正常血清/血浆颜色较均一；
• 严重溶血的样本偏红，可能自身带有较高背景，建议记录下来，后续分析时单独看。
2. 浑浊/沉淀：
• 若有肉眼可见沉淀，建议再12000 g，4℃，5 min离心，取澄清上清。
3. 体积是否够：
• 每孔需要样本 50 μL，建议每个样本至少预留 150–200 μL（带重复孔和预实验）。

05 稀释策略：为什么建议“做个梯度”？

说明书提示：正式检测前，建议先选 2–3 个预期差异较大的样本做预实验。

结合乳酸检测范围 0.03–2 mM 和 FAQ 的建议：

• ΔA > 1.0：浓度太高，需要稀释；
• ΔA < 0.13：信号太弱，可增加样本量。

最稳妥的做法：

1. 先随便挑 2–3 个血清/血浆样本，
• 做原液、2×、5× 稀释 三个浓度；
• 上板跑一遍，看 ΔA 大概落在哪个区间。
2. 正式大批量检测时，对所有样本直接采用预实验里“最稳”的倍数，比如统一5× 稀释。
3. 若个别样本 ΔA 仍 >1.0，可以再单独增加稀释倍数（计算时记得乘相应 n 倍）。

血清/血浆差异较大时，也可以对高值样本单独设立更高倍稀释，不必强行统一。

06 计算乳酸浓度时，血清/血浆怎么填公式？

说明书的“按液体体积计算”公式是：

L-乳酸 (mM) = y × V样 ÷ V样 × n = y × n

• y：从标准曲线方程算出的浓度（单位：mM）
• V样：加入样本体积，这里是 0.05 mL
• n：样本稀释倍数

因为 V样 在分子分母抵消了，所以最后对血清/血浆来说：

乳酸 (mM) = y × 稀释倍数 n

Excel 模板里只要记得把“稀释倍数”那一列填对，就不会算错。

（标准曲线和 Excel 模板可以参考：延伸阅读：乳酸标准曲线怎么配（0.03–2 mM）+Excel 模板）

07 血清/血浆常见问题小结

Q1：同一只动物/同一人多次取样，数据差异大？

排查顺序可以按：

1. 采血时间是否一致（空腹/进食、麻醉前后差异都很大）；
2. 采血后到分离的时间是否差别过大；
3. 是否有溶血、样本放置时间不同等情况。

Q2：整批 ΔA 都偏高，很多样本 >1.0？

• 看看是不是整体偏“模型重度组”；
• 说明书建议：ΔA 测定 >1.0，要用 Assay Buffer 适当稀释样本，计算时乘稀释倍数。
• 以后可以直接把这一批样本的默认稀释倍数调高，比如从 5× 换成 10×。

Q3：背景 A 空白偏高，ΔA 整体被拉小？

• 检查空白孔是否被样本污染（加错孔、滴进去一点点等）；
• 确认 Working Reagent 是否放置时间过长，或孵育时间拉得过长；
• 必要时重配 Working Reagent，再做一板对比。

08 一句话总结

对于血清/血浆来说，试剂盒已经把事情简化到“直接检测”： 你要做的主要是把“前半段”走稳——采血、分离、保存和稀释这几步做好，后面的 96 孔板 SOP 和标准曲线就能接得上。